La transmission circulante non-multipliante

9 Les phytovirus transmis selon le mode circulant non-multipliant sont uniquement localisés dans les cellules du phloème des plantes. Ces virus appartiennent aux familles Luteoviridae, Geminiviridae et Nanoviridae (tableau 1).

10 Les virus des familles Luteoviridae et Nanoviridae sont, dans la plupart des cas, transmis par des pucerons, tandis que les Geminiviridae sont transmis par aleurodes, cicadelles, pucerons et membracides. Le trajet de ces virus dans l’insecte commence avec la prise de nourriture phloémienne sur une plante infectée. Le virus chemine dans le tractus alimentaire de l’insecte puis traverse l’épithélium digestif au niveau de points d’entrée qui varient en fonction du virus et du vecteur (chambre filtrante, intestin moyen, intestin postérieur). Le virus est ensuite libéré dans l’hémocèle, la cavité générale de l’insecte qui contient l’hémolymphe. Dans l’hémolymphe, le virus atteint les cellules des glandes salivaires et s’accumule dans les cellules des glandes salivaires principales ou accessoires, selon les espèces de virus, avant d’être finalement inoculé, via la salive, à une nouvelle plante hôte (figure 2). Les insectes vecteurs restent virulifères après les mues et peuvent transmettre le virus pendant toute leur vie. Ils ne transmettent cependant pas le virus à leur descendance. Pour ce mode de transmission, les insectes vecteurs ne sont pas considérés comme des hôtes du virus puisque celui-ci ne s’y multiplie pas.

11 Pour illustrer ce mode de transmission, nous présenterons plus en détail l’état des connaissances sur la transmission par les pucerons des virus de la famille des Luteoviridae, avant d’aborder celle des virus de la famille des Geminiviridae et des Nanoviridae.

La transmission circulante multipliante

19 Les virus transmis selon le mode circulant multipliant possèdent la capacité de se multiplier dans l’organisme vecteur. Ces virus appartiennent aux familles des Reoviridae, des Tosposviridae et des Rhabdoviridae. Les insectes vecteurs de ces virus sont les cicadelles, les fulgores, les pucerons et les thrips. Le trajet des virus dans leurs vecteurs est très similaire à celui des virus circulants non-multipliants, toutefois ces virus se répliquent dans les cellules épithéliales de l’œsophage et de la chambre filtrante, dans les cellules musculaires qui entourent ces organes, dans les ovaires et les cellules des glandes salivaires. Une fois acquis, ces virus sont transmissibles à vie par l’insecte vecteur [40, 41].

20 Si plusieurs déterminants viraux de la transmission des virus circulants et multipliants ont été identifiés (tableau 1), aucune protéine d’insectes vecteurs n’a pu être reliée de façon certaine à la transmission de ces virus, à l’exception de la protéine Pns11 du Rice gall dwarf virus (RGDV) qui est essentielle à sa transmission par cicadelle comme décrit ci-dessous.

Le mode non-circulant de la transmission des virus de plantes

25 Les virus de plantes non-circulants sont des virus qui ne pénètrent pas dans les cellules du vecteur. Les particules virales sont retenues de manière spécifique sur des sites à l’extérieur des cellules au niveau de la cuticule tapissant l’intérieur des stylets ou de l’intestin antérieur (cavité buccale et œsophage). La rétention cuticulaire explique la perte d’infectivité des vecteurs après la mue.

26 Les virus de plantes sont majoritairement transmis selon le mode non-circulant, contrairement aux virus de vertébrés chez lesquels ce mécanisme d’accrochage spécifique des virions au niveau de l’appareil buccal n’a jamais été observé. Chez les virus de vertébrés, un mode de rétention non-spécifique au niveau des pièces buccales des moustiques est néanmoins décrit (figure 2d). Les virus non-circulants sont acquis et transmis lors des brèves piqûres d’épreuve que les insectes réalisent dans les cellules de l’épiderme ou du mésophile. Ils sont ensuite retenus au niveau des stylets ou de la cavité buccale [53, 54]. Ces virus peuvent être classés en deux catégories selon le mécanisme qui permet la rétention des particules virales dans l’insecte (figure 5) : les virus dont les protéines de la capside interagissent directement avec les récepteurs, « stratégie capside », et ceux qui se lient aux récepteurs par l’intermédiaire d’une protéine virale assurant le rôle de pont moléculaire entre la capside et le récepteur par la « stratégie du facteur assistant » [55]. Ces stratégies sont particulièrement bien décrites dans la littérature par l’étude des interactions Cucumovirus/puceron et Crinivirus/aleurode pour la stratégie capside, et les interactions Potyvirus/puceron et Caulimovirus/puceron pour la stratégie du facteur assistant [55, 56].

27 Le Cucumber mosaic virus (CMV, Bromoviridae), espèce type du genre Cucumovirus, utilise la stratégie capside pour sa transmission par puceron. La protéine CP du CMV s’assemble pour former une capside à symétrie icosaédrique. Cette protéine contient des domaines en feuillets β chargés négativement dont l’exposition à la surface de la capside est nécessaire et suffisante pour obtenir une transmission efficace du virus par puceron [57]. Le CMV serait retenu à l’extrémité des stylets du puceron au niveau du canal commun. La protéine cuticulaire MPCP4 (Myzus persicae Cuticular Protein 4) pourrait jouer le rôle de récepteur du CMV chez le puceron M. persicae. En effet, cette protéine localisée au niveau de l’acrostyle (décrit ci-dessous), possède la capacité de se lier dans la levure à la CP du CMV [58, 59] (tableau 1). Une autre étude a montré que les particules du CMV se lient in vitro à des peptides caractéristiques des protéines cuticulaires [60]. Le rôle de ces protéines dans la transmission du CMV par puceron devra cependant être validé.

28 Le Lettuce infectious yellows virus (LIYV) est un crinivirus de la famille des Closteroviridae, transmis par aleurode et utilise la stratégie capside pour sa transmission. Les particules flexueuses du LIYV sont retenues au niveau de la cavité buccale et de l’œsophage grâce à la protéine mineure de la capside (CPm) localisée à une extrémité de la particule virale [61]. Des expériences de compétition ont montré que l’acquisition orale d’un anticorps dirigé contre la CPm du LIYV inhibe efficacement sa transmission en interférant avec la fixation du virus sur les sites de rétention présents sur la cuticule du vecteur. Cependant, la nature des molécules impliquées dans la rétention du virus sur ces sites est inconnue à ce jour.

29 L’existence de la stratégie du facteur assistant de la transmission a été pressentie après avoir observé que des particules virales perdent leur capacité à être transmises lorsqu’elles sont purifiées. Ceci supposait qu’un facteur présent dans les plantes infectées, et non associé aux virions de manière permanente, était perdu lors des étapes de la purification. La protéine P2 du Cauliflower mosaic virus (CaMV, genre Caulimovirus) et la protéine HC-Pro (Helper component-proteinase) des potyvirus assurent le rôle de facteur assistant de la transmission. En incubant les stylets maxillaires disséqués provenant d’espèces vectrices de pucerons avec la protéine de fusion P2-GFP, il a été montré que le facteur assistant du CaMV s’accroche à l’extrémité distale du stylet dans une zone nommée acrostyle [62, 63]. Le CaMV, et par analogie les potyvirus, sont donc supposés être retenus au niveau de cette zone. L’acrostyle est un épaississement de la cuticule de la paroi intérieure des stylets présent chez toutes les espèces de pucerons, qu’elles soient vectrices ou non du CaMV. Les mécanismes et les protéines virales assurant la transmission du CaMV par puceron sont bien documentés. La protéine P4 est la protéine majeure de la capside icosaédrique du CaMV et la protéine P3 est associée aux virions. La protéine P2 (facteur assistant de la transmission) se lie à la particule virale via la protéine P3. Ces trois protéines sont ainsi requises pour la transmission du CaMV et forment le complexe transmissible. L’identification des récepteurs des virus transmis selon le mode non-circulant a progressé très récemment avec l’identification de la protéine Stylin-1 comme un récepteur du CaMV chez le puceron [64]. Cette protéine cuticulaire est localisée au niveau de l’acrostyle. Une réduction de l’expression de la protéine Stylin-1 par l’interférence par l’ARN conduit à une diminution de la transmission du CaMV (tableau 1).

30 Avant que le complexe transmissible ne soit retenu au niveau de la cuticule du puceron, une étape essentielle d’« activation de la transmission » a lieu dans la cellule végétale [65]. Cette étape est une réponse de la plante à la piqûre de l’insecte qui induit une relocalisation subcellulaire du virus quasi instantanée. En effet, les différents éléments constituant le complexe transmissible se trouvent physiquement séparés dans la cellule végétale : les vésicules formant les « usines virales » contiennent majoritairement les virions associés à P3, alors que le « corps à transmission » contient les protéines P2 et P3 ainsi que quelques virions. Lors de l’insertion des stylets du puceron dans les cellules d’une plante infectée, le corps à transmission est désintégré suite à une entrée rapide de tubuline cellulaire, et une sortie massive des virions des usines virales se produit [66, 67]. Ces bouleversements entraînent la relocalisation des virions le long des microtubules corticaux de la cellule, formant ainsi une super-structure appelée « réseaux mixtes ». Cette structure permet de répartir les complexes transmissibles dans toute la cellule et facilite ainsi l’acquisition des virions par le puceron lors des piqûres d’épreuve. Les effecteurs salivaires du puceron sont probablement à l’origine de cette réorganisation cellulaire mais leur identité reste pour l’instant inconnue. L’activation de la transmission a récemment été démontrée pour un deuxième virus, le Turnip mosaic virus (TuMV, Potyvirus) [68]. L’initiation de l’activation de la transmission de ces deux virus (CaMV et TuMV) repose sur des réactions communes qui dépendent de la signalisation calcique et des molécules réactives d’oxygène (ROS, reactive oxygen species) [69].

La transmission biologique des virus des vertébrés

32 Les virus de vertébrés transmis par arthropodes constituent par définition le groupe des arbovirus (arthropod-borne virus). Contrairement aux virus de plantes, les virus de vertébrés sont principalement des virus enveloppés. Les étapes clés d’une transmission efficace d’un arbovirus par son vecteur comprennent (i) l’initiation de l’infection dans l’intestin moyen, (ii) la propagation de l’infection dans l’épithélium de l’intestin moyen et aux tissus secondaires, (iii) l’amplification secondaire du virus dans ces tissus, (iv) l’infection des cellules des glandes salivaires (et parfois des tissus reproducteurs entraînant la transmission verticale à la progéniture), et enfin (v) la libération du virus dans les conduits salivaires pour la transmission horizontale à un hôte vertébré non-infecté [7]. Ce processus rappelle fortement les étapes empruntées par les virus de plantes transmis selon le mode circulant et multipliant et suggère l’existence de mécanismes similaires pour le franchissement des épithélia intestinaux et salivaires.

33 À l’exception de l’African swine fever virus de la famille des Asfarviridae, tous les arbovirus sont des virus à ARN. Parmi les arbovirus les plus dommageables pour l’homme, on trouve le virus de la dengue (Dengue virus, DENV, Flavivirus) transmis par les moustiques des espèces Aedes aegypti et A. albopictus. Le cycle infectieux du DENV dans son vecteur débute avec l’interaction entre les particules virales enveloppées et des molécules présentes à la surface de la cellule intestinale, qui sont soit des molécules d’attachement et/ou des récepteurs d’endocytose. Dans les cellules de moustique, la protéine d’enveloppe E se lie aux récepteurs à la surface des cellules, ce qui entraîne l’internalisation des virus par une endocytose médiée par la clathrine. Une étude cristallographique de la protéine E montre que le domaine DIII, en surface de la particule, pourrait exposer le, ou les, site(s) de liaison aux récepteurs [70]. Aucun récepteur du DENV n’a pour le moment été identifié avec certitude chez les mammifères et les moustiques, mais un certain nombre de molécules candidates ont émergé [71].

34 Le candidat le plus étudié en tant que récepteur potentiel du DENV chez le moustique est la prohibitine, une protéine de 35 kDa [72]. Des expériences de Far-western blot ont montré que cette protéine interagit in vitro avec le DENV-2 (un des quatre sérotypes du DENV). Le traitement des cellules d’insectes avec des anticorps anti-prohibitine, ainsi que l’inhibition de l’expression du gène par l’interférence par l’ARN, entraînent une diminution de l’accumulation du DENV. De plus, des expériences d’immunoprécipitation et de colocalisation renforcent l’hypothèse d’une interaction spécifique de la prohibitine avec la protéine E [72]. Il existe également une glycoprotéine de 45 kDa (gp45) qui pourrait jouer le rôle de récepteur. En effet, cette protéine est localisée à la surface des cellules de moustique, et l’incubation de ces cellules avec un anticorps spécifique de la gp45 inhibe l’accrochage du virus DENV-4 à la surface des cellules [73]. De nombreuses autres protéines de moustique ont également été identifiées comme des récepteurs potentiels du DENV, parmi lesquelles une énolase, une kinase associée au récepteur beta-adrénergique, une cadhérine [74], et une dizaine de protéines dont seuls les poids moléculaires sont connus [75-78]. Leur implication dans la transmission du DENV n’a cependant pas encore été démontrée (tableau 1). La réplication du DENV dans les glandes salivaires a récemment été confirmée [79] et le tropisme du DENV pour certaines zones spécifiques suggère une distribution hétérogène des récepteurs [80].

35 Les mécanismes d’entrée d’autres arbovirus transmis de manière biologique ont également été étudiés. Le Vesicular stomatitis virus (Rhabdoviridae), transmis par les culicoïdes (moucherons, Ceratopogonidae), pénètre dans les cellules d’insectes par endocytose à clathrine [81]. De même, des études réalisées sur des cellules de moustique infectées par le virus du chikungunya (Alphavirus, Togaviridae) ont montré que ce virus pénètre dans les cellules de son vecteur par un mécanisme d’endocytose à clathrine [82]. La sous-unité bêta d’une ATP-synthase a été identifiée comme un récepteur potentiel de ce virus dans les cellules de moustiques [83].

36 Chez les moustiques, le rôle des barrières intestinales et salivaires est bien décrit et quatre niveaux de blocage des virus ont été définis : (i) une impossibilité de pénétrer ou de se multiplier dans les cellules intestinales ; (ii) un blocage au niveau de la sortie du virus des cellules intestinales ; (iii) une absence d’internalisation des virus dans les cellules des glandes salivaires ou (iv) un blocage de leur sortie. L’absence de récepteurs du virus et l’implication du système immunitaire par l’interférence par l’ARN, pourraient expliquer l’inefficacité du franchissement des barrières intestinales et salivaires par les virus chez les moustiques [7]. Le blocage des virions par la membrane péritrophique et les mécanismes immunitaires d’apoptose ont aussi été évoqués comme des facteurs potentiels permettant de bloquer la diffusion des virus à travers ces barrières.

37 Un autre type de transmission biologique d’arbovirus est celui médié par les tiques. Les mécanismes moléculaires qui régissent les interactions virus/tiques sont encore peu connus [84]. Les virus sont probablement reconnus par des récepteurs grâce à leurs glycoprotéines de surface. Les virus se répliquent ensuite dans les cellules du tube digestif avant d’être disséminés dans l’hémolymphe jusqu’à d’autres organes, où le titre viral peut être élevé, notamment dans les glandes salivaires et les organes reproducteurs. Il est intéressant de noter que la réplication du virus dans la tique peut être stimulée par l’accrochage puis l’ingestion de sang par la tique sur son hôte vertébré, comme dans le cas du Crimean-Congo hemorrhagic fever virus (Bunyaviridae) [85]. La libération par la tique de sécrétions salivaires contenant diverses molécules, dont des agents anti-inflammatoires et anti-coagulants, permet d’activer la transmission des virus comme celui de l’African swine virus [86-89]. De manière surprenante, des cas de transmission de plusieurs virus, dont le Tick-borne encephalitis virus (Flaviridae), de tiques infectées vers des tiques non-infectées par un mécanisme d’alimentation simultanée sur un hôte vertébré ont été signalés. Ce type de transmission est facilité dans la nature par l’activité grégaire des tiques dont la proximité entre les individus facilite le passage du virus d’une tique à l’autre [88].

La transmission mécanique des virus des vertébrés

38 Chez les vertébrés, on appelle transmission mécanique la contamination non-spécifique des animaux par des insectes hématophages porteurs de virus. Ceci constitue une différence notable avec les virus de plantes transmis de manière non-persistante pour lesquels une spécificité d’interaction de virus avec le vecteur a toujours été observée. Dans le cas de la transmission mécanique des arbovirus, les insectes inoculent le virus au niveau du site d’alimentation selon trois manières : par contact avec le sang contaminé qui réside sur leurs pièces buccales, par régurgitation du sang contaminé, et par l’intermédiaire d’excréments contaminés qui souillent les plaies de l’animal hôte. La transmission mécanique a souvent été considérée comme un transport accidentel de virus. Ces contaminations ne sont pourtant pas à négliger car elles touchent de nombreux animaux tels que lapins, cochons, vaches, et dans une moindre mesure les humains. La transmission mécanique par insectes hématophages a, par exemple, été à l’origine des épidémies majeures causées par le Rift valley fever phlebovirus (Bunyaviridae) en Afrique et le Venezuelan equine encephalitis virus (Togaviridae) en Colombie. On constate que les cas de transmission mécanique d’arbovirus se font principalement par l’intermédiaire d’insectes diptères [90]. Malgré les conséquences importantes des cas de transmission mécanique, les connaissances sur les processus sous-jacents restent limitées. De plus, il peut être difficile de déterminer si un virus n’est transmis qu’exclusivement de manière mécanique. En effet, de nombreux arbovirus utilisent plus d’une voie de transmission (contact direct entre vertébrés, transmission mécanique associée à une transmission biologique) [90, 91]. Quelques paramètres clés intervenant dans ce mode de transmission semblent cependant émerger de la littérature. Il s’agit, par exemple, de la concentration virale qui doit être élevée au point de prélèvement (vaisseaux sous la peau), car le volume de sang résiduel contaminant les parties buccales des insectes vecteurs est faible [90]. De plus, ces virus doivent être résistants à des conditions environnementales le plus souvent défavorables au maintien de leur pouvoir infectieux.